Біорозкладність поліетилену бактеріями та грибами з відвалу Дандора Найробі-Кенія

Крістабель Ндахебва Мухонджа

1 Інститут науки, технологій та інновацій Панафриканського університету, Найробі, Кенія

Хакслі Маконде

2 Кафедра чистих та прикладних наук, Технічний університет Момбаси, Момбаса, Кенія

Габріель Магома

1 Інститут науки, технологій та інновацій Панафриканського університету, Найробі, Кенія

Мейбл Імбуга

3 Університет сільського господарства і технологій Джомо Кеніятта, Найробі, Кенія

Пов’язані дані

Усі відповідні дані містяться в роботі.

Анотація

Вступ

Інфрачервона спектроскопія з перетворенням Фур'є (FT-IR) використовується для позначення карти ідентифікованих сполук на поверхні зразка та документа за допомогою збору спектрів [4]. Спектри листів, отримані з чотирьох різних зразків ПЕВН [15], показали введення деяких нових піків після періоду біодеградації з піками карбонільних груп (1720 см-1), деформацією СН3 (1463 см-1) та смугою кон'югування C = C (862 см-1). Втрата ваги, відсоток подовження та зміна міцності на розрив можуть застосовуватися для вимірювання фізичних змін поліетилену. Продукти деградації поліетилену також характеризуються за допомогою таких методів, як газова хроматографія-мас-спектрометрія (GC-MS) [4, 16].

Це дослідження було спрямоване на виділення та ідентифікацію бактерій та грибів, здатних руйнувати поліетилен низької щільності. Докази біодеградації базувались на втратах ваги, результатах FT-IR та GC-MS, які підтвердили, що мікроби здатні погіршувати ПВД.

Матеріали і методи

Навчальний сайт

Смітник Дандори знаходиться приблизно в 8 км від міста Найробі і прилягає до густонаселених садиб із низьким рівнем доходу Дандора, Корогочо, Баба Дого та Хурума. У ньому проживає 1 4 мільйона людей, він займає понад 30 соток. Він містить змішані відходи, які включають побутові відходи з будинків, товари із закінченим терміном придатності, сільськогосподарські відходи та лікарняні відходи, більшість з яких є у поліетиленових носіях або надходять із них. Поліетиленові пакети склали 225 тонн з 2000 тонн відходів у Найробі за один день до 2006 року. Точки відбору проб були такими: A: S01 ° 14.633 E036 ° 54.063 Висота 1578м, 21,48 км на північ, B: S01 ° 14,652 E036 ° 54,031 Висота 1589м, 21,55 км на північ, C. : S01 ° 14.661 E036 ° 53.977 Висота над рівнем моря 1590м 21,63 км на Пд D: S01 ° 14.688 E036 ° 53.986 Висота 1594м 21,65км на південний захід та E: S01 ° 14,710 E036 ° 53,977 Висота 1596м 21,69km Пд

Збір зразків та приготування середовища для бактерій, що розкладають ПВД

Для визначення точок для збору зразків використовували рандомізований блок-дизайн. Зразки ґрунту відбирали випадковим чином із п’яти вибраних блоків відбору проб звалища. Зразки з кожного блоку відбору відбирали у 5 різних точках діаметром 1 м. В результаті було зібрано 25 зразків ґрунту. Грунт був асептично зачерпнутий із прилеглих поліетиленових матеріалів та прилеглий до них на глибині 5 см нижче шару підстилки. Температуру на місці реєстрували для того, щоб з’ясувати умови біодеградації на місці. Зразки зберігали в мішках Ziploc і транспортували до лабораторії Інституту біотехнологічних досліджень (IBR) при JKUAT у прохолодному ящику. Потрапляючи в лабораторію, рН зразків також вимірювали та реєстрували.

Підготовка штучних середовищ та інкубація

1 г зразка ґрунту додавали до 50 мл 0,85% автоклавного нормального сольового розчину для приготування інокулятів. Інокулят витримували при 37 ° С протягом 2-3 годин у шейкер-інкубаторі перед щепленням. Готували штучні середовища, тобто 0,1% (NH4) 2 SO4, 0,1% NaNO3, 0,1% K2HPO4, 0,1% KCl, 0,02% MgSO4 та 0,001% дріжджового екстракту в 1000 мл дистильованої води [17]. Порошок LDPE масою 2 г додавали як джерело вуглецю до кожних 100 мл середовища для росту. 1% підготовлених посівних речовин переносили в 200 мл синтетичного середовища для приготування культури росту для мікроорганізмів, що розкладають LDPE. Листи поліетилену (приблизно 3 см х 3 см кожен), зважені, дезінфіковані в 70% етанолі та висушені на повітрі протягом 15 хв у печі, вводили в синтетичні середовища. Культури для грибкової інкубації збільшували 250 мг/мл ампіциліну для пригнічення росту бактерій. Всі обробки проводились у трьох примірниках. В якості негативного контролю використовували синтетичні середовища з ПВД без інокулята. Всі обробки інкубували в шейкері-інкубаторі при 150 об/хв протягом 16 тижнів.

Визначення потенціалу руйнування ПЕВЧ бактеріальних ізолятів

Листи LDPE відновлювали через різні інтервали інкубації (8 тижнів, 12 тижнів та 16 тижнів). Промивання листів проводили з використанням 2% SDS для видалення бактеріальної біомаси, а потім сушили протягом ночі перед зважуванням. Наприкінці інкубаційного періоду структурні зміни на поверхні ПВД досліджували за допомогою спектрометра EQUINOX 55 FT-IR [4, 18, 19].

Для кожного аркуша LDPE було взято спектр від 400 до 4000 хвильових чисел з роздільною здатністю 2 см-1 та понад 32 сканування. Контроль не піддавався жодному інкубаційному процесу. Інкубаційні середовища піддавали GC-MS аналізу. Результати реєстрували та аналізували.

Виділення мікроорганізмів, що руйнують ПЕВТ

На підставі вищенаведених результатів бактеріальну ізоляцію проводили з культуральних колб в кінці інкубаційного періоду. Виділення проводили лише з тих інкубаційних колб, які мали ознаки біологічного розкладу на основі зміни ваги, результатів FTIR та GC-MS.

Для ізоляції бактерій петлю культури із синтетичного середовища наносили на поживний агаровий планшет, використовували розкидач, щоб розподілити його до повного висихання. Інкубацію проводили протягом ночі при 37 ° C або до трьох днів для повільно зростаючих бактерій. Змішані культури бактерій постійно піддавали культивуванню, щоб отримати чисті бактеріальні культури. Їх зберігали при –20 ° C та при –80 ° C у 15% гліцеринових нахилах.

Для ізоляції грибів краплю інокуляту клали і розподіляли до висихання на пластинах картопляного декстрозного агару (PDA) та інкубували протягом п’яти днів. Різні гриби виділяли на основі морфології та безперервно культивували для отримання чистих грибкових культур.

Ідентифікація ізолятів

Загальну геномну ДНК для ампліфікації 16S рДНК виділяли з бактеріальних клітин, вирощених за ніч, за стандартним протоколом [20]. Ампліфікацію 5 'кінця гена 16S рДНК проводили за допомогою універсальних праймерів прямого праймера (8-F) 5'-AGAGTTTGATYMTGGCTCAG-3' та зворотного праймера (1942R) 5'-GGTTACCTTGTTACGACTT-3 '[21]. Для ізолятів грибів застосовували метод CTAB геномної екстракції ДНК [22]. Пара праймерів 566-F: 5 '- CAGCAGCCGCGGTAATTCC - 3', а для 1200-R: 5 '- CCCGTGTTG AGTCAAATTAAGC-3', які в середньому підсилюють фрагмент довжиною 650 п.о. з регіонів V4 і V5 [23]. Схожість послідовностей, отриманих проти відомих депонованих послідовностей 16S рДНК та 18S рРНК від близькоспоріднених бактерій та грибів, відповідно перевіряли за допомогою BLASTN 2.2.1 після редагування послідовностей за допомогою Chromas Pro версії 2.6.2.

Результати

Втрата ваги поліетиленових листів

Середні зміни ваги були розраховані та використані для порівняння ефективності біодеградації між грибами та бактеріями, а також між двома наборами поліетиленових листів (30 та 40 мкм) (Таблиці (Таблиці 1 1 та 2). 2). Щоб отримати% зміни ваги, формула:

було використано. Проведено аналіз% втрати ваги, який був представлений графічно щодо активності бактерій на полімері 30 мкм (рис. 1), активності грибів на полімері 30 мкм (рис. 2), порівняльної активності грибів та бактерій на полімері 30 мкм (рис. 3), порівняльних характеристик грибів та бактерій активність на 40 мкм поліетилену (рис. 4), порівняльна активність грибів на 30 і 40 мкм поліетилену (рис. 5) та порівняльна активність бактерій на 30 і 40 мкм поліетилену (рис. 6).

біорозкладність

Кожна середня вага представляє середнє значення для трьох повторень ± SE.

Кожна середня вага представляє середнє значення для трьох повторень ± SE.